Labordiagnostik: Aujeszkysche Krankheit (Pseudowut – PrV)

Verfügbare Testverfahren:

Immunhistochemie (IHC)

• Nachweis viraler Antigene in Gewebeproben
• Probenmaterial: Gewebeproben
• Vorteile:
  • Nachweis des Virus direkt am Ort der Läsion (starker Hinweis auf Kausalität)
  • Jeder positive Nachweis ist als klinisch relevant zu bewerten
• Nachteile:
  • Erfordert die Entnahme des korrekten Gewebes
  • Benötigt im Vergleich zur PCR deutlich höhere Virusmengen
  • Untersucht nur eine kleine Gewebeprobe
  • Latente Infektionen werden wahrscheinlich nicht erfasst, sofern nicht Trigeminusganglion und/oder Tonsillen einbezogen werden

Polymerase-Kettenreaktion (PCR)

• Nachweis spezifischer Sequenzen viraler Nukleinsäure (DNA)
• Probenmaterial: Gewebeproben
• Vorteile:
  • Hohe Sensitivität
  • PCR-Quantifizierung korreliert mit dem Vorhandensein von Läsionen
  • Moderate Kosten
    • Häufig ist ein Pooling von Gewebeproben möglich, wodurch sich die Kosten senken lassen, ohne die Sensitivität wesentlich zu beeinträchtigen (insbesondere im Hinblick auf die klinische Relevanz)
  • Einige PCR-Tests können Wildtypviren von gen-deletierten Impfstoffviren unterscheiden
• Nachteile:
  • Für optimale Ergebnisse werden Gewebeproben benötigt (post mortem)
  • Latente Infektionen werden wahrscheinlich nicht erfasst, sofern nicht Trigeminusganglion und/oder Tonsillen einbezogen werden

Enzyme-Linked Immunosorbent Assay (ELISA)

• Nachweis von Antikörpern
• Probenmaterial: Serum
• Vorteile:
  • Tiere bleiben über mehrere Wochen positiv
  • Kann bei chronischen Fällen eingesetzt werden
  • Kann zur Differenzierung zwischen einer Exposition gegenüber Wildtypviren und gen-deletierten Impfstoffen verwendet werden (s. Tabelle 1)
  • Jeder positive Nachweis von Wildtypviren ist als klinisch relevant zu bewerten
  • Nach einer Exposition gegenüber Wildtypviren wird das Tier innerhalb von 5–7 Tagen seropositiv

Tabelle 1 veranschaulicht die DIVA-Fähigkeit (Differentiating Infected from Vaccinated Animals) bestimmter ELISA-Assays beim Einsatz eines gen-deletierten Impfstoffs:

VN-Ergebnis	Ergebnis des Differenzierungs-ELISA (Target: deletiertes Gen gE/gI oder gB)	Interpretation
Positiv	Positiv	Kontakt mit Wildtypvirus
Positiv	Negativ	Geimpftes Tier ohne Kontakt mit Wildtypvirus
Negativ	Positiv	Testfehler, Ergebnis nicht plausibel
Negativ	Negativ	Ungeimpftes Tier ohne Kontakt mit Wildtypvirus

• Nachteile:
  • Das verwendete Testverfahren muss exakt auf die spezifische Gendeletion des eingesetzten Impfstoffs abgestimmt sein
  • Nach einer Impfung dauert es 10–14 Tage, bis das Tier seropositiv wird

Virusneutralisationstest (VN)

• Nachweis von Antikörpern
• Probenmaterial: Serum
• Vorteile:
  • Tiere bleiben über mehrere Wochen seropositiv
  • Kann bei chronischen Fällen eingesetzt werden
  • Höhere Sensitivität als ELISA (Nachweis geringerer Antikörperkonzentrationen möglich)
• Nachteile:
  • Für große Probenzahlen nicht praktikabel
  • Tiere werden erst nach etwa 12 Tagen seropositiv
  • Keine Differenzierung zwischen Impf- und Wildtypvirusinfektion möglich
  • Zuverlässigkeit hängt in hohem Maße von der Erfahrung der Untersucher ab
  • Reaktivität hängt vom verwendeten Virusisolat ab

Interpretation der Ergebnisse:

IHC

• Positiv: Virus am Ort der Läsion nachgewiesen
• Negativ: Virus nicht nachgewiesen oder Infektion bereits so weit fortgeschritten, dass das Virus nicht mehr detektierbar ist

PCR

• Positiv: Virus nachgewiesen. Eine kürzlich erfolgte Impfung mit einem modifizierten Lebendvirus kann zu positiven PCR-Ergebnissen führen.
• Negativ: Virus nicht nachgewiesen oder möglicherweise bei spätem Probenahmezeitpunkt nicht detektiert

ELISA (Zielgen deletiert)

• Positiv: Nachweis maternaler Antikörper oder zurückliegender Infektion (> 5–7 Tage nach Kontakt mit Wildtypvirus)
• Negativ: Kein Antikörpernachweis oder Infektion noch nicht weit genug fortgeschritten, um das Virus zu detektieren

VN

• Positiv: Früherer Kontakt (> 5–14 Tage) mit dem Wildtypvirus oder Impfvirus
• Negativ:
  • Antikörper gegen Impf- oder Wildtypvirus nicht nachgewiesen
  • Infektion noch nicht weit genug fortgeschritten, um Antikörper zu detektieren (<5–7 Tage bei Wildtypviren bzw. <10–14 Tage nach Impfung)

Szenarien

Sauenbestand mit Aborten

• Proben von 6–8 Feten entnehmen und gepoolt mittels PCR untersuchen
• Sauen/Jungsauen, die abortiert haben: Serumproben von Sauen/Jungsauen, die kürzlich abortiert haben, für die PCR entnehmen. Pooling in Gruppen von bis zu 5 Tieren möglich
  • ELISA-Untersuchungen einzelner Proben sind möglich, sofern die Aborte >7 Tage zurückliegen
  • In nicht gegen die Aujeszkysche Krankheit geimpften Beständen wird aufgrund der höheren diagnostischen Sensitivität der VN-Test dem ELISA vorgezogen

Selektion von Remontierungs-Jungsauen aus geimpften Beständen mit bekannt positiven Tieren

• Blutproben von 100 % der Remontierungs-Jungsauen entnehmen und jede Probe individuell mittels ELISA und Virusneutralisationstest (VN) untersuchen
  • Nur Tiere behalten, die im VN positiv und im ELISA negativ sind (siehe obige Tabelle 1)

Selektion von Remontierungs-Jungsauen aus geimpften Beständen ohne bekannt positive Tiere

• Blutproben von mindestens 30 zufällig ausgewählten Remontierungs-Jungsauen entnehmen und jede Probe individuell mittels ELISA und Virusneutralisationstest (VN) untersuchen
  • Wenn alle untersuchten Proben im VN positiv und im ELISA negativ sind (siehe obige Tabelle 1), kann die gesamte Remontierungsgruppe beibehalten werden
  • Ist eine Probe im VN negativ, müssen 100 % der verbleibenden Jungsauen getestet werden. Behalten werden dürfen nur geimpfte Tiere (VN = positiv)
  • Sollten einzelne Jungsauen im ELISA positiv getestet werden, sollte die Eignung der gesamten Tiergruppe neu bewertet werden, da dies darauf hindeutet, dass der Herkunftsbestand nun positiv für die Aujeszkysche Krankheit ist.