Diagnosi di laboratorio: sindrome riproduttiva e respiratoria suina (PRRS)

Test disponibili

Reazione a catena della polimerasi (PCR)

• Rileva la presenza di sequenze specifiche di acido nucleico virale (RNA).
• Tipi di campioni: tessuti, sangue, siero, fluidi orali, ecc...
• Pro:
  • Primer indipendenti vengono utilizzati per rilevare simultaneamente la PRRS di tipo 1 (europea) e di tipo 2 (nordamericana) nello stesso campione.
  • Sensibilità molto elevata (può rilevare piccole quantità di virus).
  • Rilevazione precoce: i casi acuti dovrebbero essere positivi.
  • È possibile utilizzare molti tipi diversi di campioni (tessuti, sangue, siero, fluidi orali, ecc...).
  • Costo moderato:
    • Spesso è possibile raggruppare (pool) 5 campioni di siero o tessuto per ridurre i costi e ridurre al minimo la perdita di sensibilità.
    • I campioni di fluido orale di solito non vengono raggruppati perché il valore Ct (numero di cicli necessari per amplificare l'RNA virale a un livello rilevabile) sarà più alto (perché le concentrazioni di virus sono inferiori), il che può portare a una significativa perdita di sensibilità.
• Contro:
  • Il laboratorio dovrebbe aggiornare periodicamente i primer per evitare falsi negativi.
    • Entrambi i primer per PRRS tipo 1 e tipo 2 devono essere aggiornati.
  • Il sequenziamento è necessario per differenziare il virus del vaccino dall'infezione da virus di campo.

Test di immunoassorbimento enzimatico (ELISA)

• Rileva la presenza di anticorpi.
• Tipi di campioni: siero o fluidi orali (alcuni kit).
• Pro:
  • La maggior parte rileva gli anticorpi contro entrambi i tipi di PRRS.
  • Gli animali rimangono positivi per diversi mesi (3-12 mesi).
  • Può essere utilizzato nei casi cronici.
• Contro:
  • Gli anticorpi specifici e i tempi di rilevamento possono variare leggermente tra i vari kit commerciali disponibili.
  • Ci vogliono 7-10 giorni perché gli animali diventino sieropositivi.
  • Non fa differenza tra anticorpi materni e da esposizione al virus.
  • Non distingue tra vaccinazione e infezione da virus di campo.

Immunoistochimica (IHC)

• Rileva la presenza di antigeni virali.
• Tipi di campione: tessuti.
• Pro:
  • Rileva il virus nel sito della lesione (buona prova del nesso di causalità).
  • Permette di distinguere tra quantità basse, moderate e alte di virus presenti.
• Contro:
  • È necessario inviare il campione di tessuto corretto.
  • Richiede che ci sia una quantità di virus significativamente maggiore rispetto alla PCR.
  • Valuta solo una piccola quantità di tessuto.

Sequenziamento genetico

• Sequenza degli acidi nucleici genetici del virus (RNA).
• Tipo di campioni: tessuti, sangue, siero, fluidi orali, ecc...
• Pro:
  • Permette di distinguere tra virus di campo e vaccini.
  • Può aiutare a differenziare l'introduzione di nuovi virus da quelli esistenti o da quelli del passato.
• Contro:
  • Caro.
  • Spesso viene sequenziato solo ORF5, che rappresenta 600 paia di basi su ~ 15.000.
  • I campioni con valori CT elevati (> 34) tendono ad essere più difficili da sequenziare.

Tabella 1:Successo del sequenziamento del laboratorio diagnostico veterinario della Iowa State University basato sui valori soglia del ciclo PCR per PRRS (Ct) in campioni di fluidi orali. Chris Rademacher et al. 2016.

Campione	Range di Ct della PCR	Totale di campioni analizzati	Numero di campioni sequenziati	% campioni positivi sequenziati
Tutti i campioni	<30	2016	2013	99,85
	30,00-31,99	389	361	92,80
	32,00-33,99	324	265	81,79
	34,00-35,99	185	109	58,92
	36,00-37,00	65	26	40,00

Immunofluorescenza Indiretta (IFA)

• Rileva la presenza di anticorpi.
• Tipi di campioni: siero.
• Pro:
  • Insieme alla PCR, può essere utilizzato per confermare un campione ELISA inaspettatamente positivo.
• Contro:
  • Non realizzabile per un gran numero di campioni.
  • I risultati dipendono dall'isolato del virus nel test.
  • L'affidabilità dipende fortemente dall'abilità dei tecnici.

Interpretazione dei risultati

PCR

• Positivo – Il virus è presente / circolante, il che è altamente indicativo di causalità, specialmente a valori Ct inferiori e presenza di segni clinici. La vaccinazione recente con un virus vivo modificato può dar luogo a PCR positive.
• Negativo – Negativo o il virus non viene rilevato se il test viene eseguito molto tempo dopo l'infezione.

ELISA

• Positivo – Anticorpi materni o precedente esposizione (solitamente > 7-10 giorni) al vaccino o al virus di campo.
• Negativo – Negativo o infezione troppo recente per essere rilevata (normalmente dovrebbe essere almeno 7-10 giorni post-esposizione)

IHC

• Positivo – Il virus è presente nel sito della lesione.
• Negativo – Negativo o infezione troppo vecchia per rilevare i virus.

Sequenziamento genetico

• Virus vaccinale – Omologia prevista > 99%
• Virus di campo – Si stima una perdita di omologia annuale dell'1-2%.

IFA

• Positivo – Anticorpi materni o precedente esposizione (> 7-10 giorni) al vaccino o al virus di campo.
• Negativo – Negativo o infezione troppo precoce per rilevarla (deve essere almeno 7-10 post-esposizione).

Scenari

Aborti di scrofe/scrofette

• Feti abortiti: raccogliere 6-8 feti per raccogliere i campioni per la PCR. Solo circa il 50% dei feti sarà positivo alla PCR (quindi molti feti devono essere campionati), ma quelli positivi avranno un'alta concentrazione virale in modo che 10 campioni possano essere raggruppati-pool per la PCR.
• Scrofe / scrofette con aborto: raccogliere il siero di scrofe / scrofette che hanno abortito di recente (<10 giorni) per la PCR. Possono essere mescolati in gruppi di 5. I test ELISA non sono utili poiché scrofe / scrofette non esposte impiegheranno 7-9 giorni per essere positive.

Problemi riproduttivi nelle scrofe / scrofette

• Raccogliere 15-20 campioni da femmine affette e 15-20 da femmine non affette (30-40 campioni in totale) e analizzarli mediante PCR (pool di 5 o 6) ed ELISA (individualmente).

Suinetti nati deboli

• È possibile raccogliere fluidi orali familiari da varie figliate con suinetti deboli e analizzarli mediante PCR.
• È possibile raccogliere testicoli (se castrati), code, lingue (di animali morti) da suinetti di diverse figliate nelle sale parto. Molti campioni possono essere raggruppati per l'analisi.
• Raccogliere campioni di siero da 10 figliate colpite (2 o 3 suinetti per figliata) e analizzarli mediante PCR in pool di 5 o 6. Assicurarsi che i suinetti non siano stati vaccinati contro la PRRS.

Suini da ingrasso con segni clinici acuti di PRRS

• Raccogliere fluidi orali da 4 a 6 box diversi e analizzarli individualmente mediante PCR. Non unire i campioni (no pool).
• Raccogliere campioni di siero da 15 a 30 da suini con segni clinici o eseguire un campione casuale e analizzarli mediante PCR. Puoi fare pool in gruppi di 5 o 6.

Suini da ingrasso con segni clinici cronici di PRRS

• Raccogliere fluidi orali da 4 a 6 box diversi e analizzarli individualmente mediante PCR. Non unire i campioni (no pool).
• Raccogli 30 campioni di siero di suini con segni clinici o fai un campione casuale e analizzali mediante PCR. È possibile mescolarli in gruppi di 5 o 6. È anche possibile testare singoli campioni con ELISA per confermare l'esposizione.